Tytuł projektu:

Badanie kinetyki inaktywacji enzymów roślinnych z grupy oksydoreduktaz przy użyciu ditlenku węgla w stanie nadkrytycznym i wysokich ciśnień hydrostatycznych

Projekt realizowany jest przez Instytut Biotechnologii Przemysłu Rolno-Spożywczego im. prof. W. Dąbrowskiego w ramach programu SONATA 9 finansowanego przez NCN pod kierownictwem dr hab. inż. Krystiana Marszałka, prof. IBPRS.

Okres realizacji projektu: 12.02.2016 – 11.09.2018

Całkowity koszt projektu: 257 800,00 zł

numer projektu: 2015/17/D/NZ9/02079

numer umowy: UMO-2015/17/D/NZ9/02079

1. Cel prowadzonych badań / hipoteza badawcza

Celem projektu badawczego jest udowodnienie hipotezy, że istnieje możliwość inaktywacji polifenolooksydaz i peroksydaz przy użyciu innowacyjnej technologii utrwalania żywności: ditlenku węgla pod wysokim ciśnieniem (HPCD), w tym również w stanie nadkrytycznym (SCCD). W celu sprawdzenia hipotezy przeprowadzone zostaną badania podstawowe roztworów modelowych: polifenolooksydaz(PPO) i peroksydaz (POD), w pH optymalnym dla każdego z nich oraz modeli enzym/-y – substrat/-y w pH charakterystycznym dla produktów owocowych. Zdobyta wiedza zostanie zweryfikowana na uniwersalnej matrycy owocowej (sterylny sok pozbawiony natywnych enzymów z mieszaniną handlowych enzymów) oraz na świeżym naturalnie mętnym soku jabłkowym bogatym w natywne enzymy.

Metodą odniesienia będzie obróbka za pomocą wysokich ciśnień (HPP). Planuje się, że cel pracy zostanieosiągnięty przy ciśnieniach 10 – 60 – krotnie niższych w stosunku do metody HPP.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.

Zastosowana metoda badawcza / metodyka

Proces HPCD/SCCD będzie prowadzony z wykorzystaniem nowoczesnej aparatury Spe-ed SFE
(Applied Separations, USA), o parametrach pracy p do 69 MPa i T do 160ºC, będącej na wyposażeniu IBPRS, natomiast proces HPP przy współpracy z Instytutem Wysokich Ciśnień UNIPRESS PAN na aparaturze U-4000 (UNIPRESS, Polska) o parametrach pracy p do 600 MPa i T do 50ºC. Zarówno inaktywacja drobnoustrojów jak i enzymów najczęściej przebiega zgodnie z kinetyką reakcji pierwszego rzędu: A= A0 exp(-kt) , gdzie A jest aktywnością enzymu, A0 jest początkową aktywnością enzymu i k jest stałą szybkości reakcji. W przetwórstwie żywności kinetyka reakcji pierwszego rzędu często opisywana jest parametrem D. Wartość D jest to czas potrzebny do 90% redukcji aktywności enzymu pod stałą temperaturą lub ciśnieniem i jest niezależna od początkowej aktywności enzymu, natomiast zależy od rodzaju enzymu, temperatury, rodzaju środowiska i metody grzewczej. Wartość ta może być wyrażona jako: log A/A0 = – t/D.
Drugi istotny parametr w badaniu kinetyki reakcji to parametr z, czyli wzrost temperatury potrzebny do 90% redukcji D. Wartość z można obliczyć na podstawie wartości D w funkcji temperatury: logDT = logDTref -(T-Tref)/z lub ciśnienia logDP = logDPref-(P-Pref)/z, gdzie D jest ustalane na podstawie temperatury Tref bądź ciśnienia Pref odniesienia. Stała szybkości reakcji (k) może być obliczona na podstawie wzoru Arrheniusa i Eyringa, odpowiednio w funkcji temperatury i ciśnienia. W dostępnej literaturze brak jest doniesień charakteryzujących wartości D, z i k dla badanych enzymów w funkcji temperatury i ciśnienia dla metody HPCD/SCCD. Badania własne wskazują, że, oprócz temperatury, ciśnienie również odgrywa istotną rolę w inaktywacji enzymów, dlatego w projekcie zaplanowano badanie tych wartości dla obu zmiennych. Proponowane są następujące metody analityczne z zastosowaniem aparatury będącej na wyposażeniu laboratorium IBPRS:

• pH, kwasowość, ekstrakt zgodnie z PN,
• Zmiany w strukturze enzymów z użyciem w oparciu o krystalografię (współpraca międzynarodowa),
• aktywności enzymów PPO i POD metodą spektrofotometryczną (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartości wybranych polifenoli metodą DAD – HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• całkowita zawartość polifenoli z odczynnikiem Folin-Ciocoltaeu (Thermo Genesys 10 UV, USA),
• zawartość witaminy C (AA + DHAA) metodą DAD-HPLC (Waters 2995, Waters 2996),
• zawartość glukozy, fruktozy i sacharozy metodą IR-HPLC (Waters 2695, Waters 2414),
• parametry barwy w systemie L*, a*, b* metodą kolorymetryczną (Konica Minolta, USA).
Eksperyment zostanie zaplanowany zgodnie z RSM i planem Plackett-Burmanna a rezultaty opracowane programem Statistica 10® z zastosowaniem: analizy wariancji, regresji Pearsona i analizy skupień.